Właściwości reologiczne krwi oraz metody ich pomiaru
Więcej
Ukryj
1
Department of Medical Biophysics, Faculty of Medical Sciences in Katowice, Medical University of Silesia, Katowice, Poland
Autor do korespondencji
Tomasz Pryzwan
Katedra i Zakład Biofizyki Lekarskiej, Wydział Nauk Medycznych w Katowicach, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach, ul. Medyków 18, 40-752 Katowice, Polska
Ann. Acad. Med. Siles. 2024;78:1-10
SŁOWA KLUCZOWE
DZIEDZINY
STRESZCZENIE
Krew, z fizycznego punktu widzenia, to układ wielofazowy oraz wieloskładnikowy; osocze jest fazą zwartą, a elementy morfotyczne są fazą rozproszoną. Aby określić prawidłowe właściwości reologiczne konieczna jest analiza prędkości przepływu. Podczas wolnego przepływu może dochodzić do wzrostu agregacji krwinek, za co odpowiadają fibrynogen oraz globuliny. Ważna jest także odkształcalność krwinek czerwonych, szczególnie podczas przepływu przez naczynia włosowate, gdzie muszą się dostosować do mniejszej średnicy naczyń.
Lepkość określa się jako wewnętrzny opór przepływu; jeśli będziemy rozpatrywać krew jako składową dwóch warstw, które są równoległe, to lepkość opisywana jest przez tarcie dwóch sąsiadujących ze sobą warstw. Warstwy cieczy przemieszczają się z różną prędkością równolegle względem siebie i powstaje gradient prędkości (szybkość ścinania). Aby go wytworzyć, potrzebna jest siła poruszająca warstwy, określana jako naprężenie ścinające.
Agregaty z krwinek są obserwowane zarówno fizjologicznie, jak i w przebiegu niektórych chorób, takich jak choroba niedokrwienna serca, zawał mięśnia sercowego i miażdżyca. Wyróżnia się dwa rodzaje czynników sprzyjających tworzeniu się agregatów: zewnętrzne – stężenie białek osocza, hematokryt oraz siły ścinania, i wewnętrzne, które stanowią kształt i odkształcalność erytrocytów oraz właściwości błony komórkowej. Przy hiperfibrynogenemii wzrasta agregacja erytrocytów, lepkość osocza i opór mikronaczyniowy.
Laserowo-optyczny rotacyjny analizator krwinek czerwonych (laser-assisted optical rotational cell analyzer – LORCA) służy do badań odkształcalności oraz agregacji erytrocytów. Łączy techniki sylektometrii z ektacytometrią. Tworzenie się trójwymiarowej struktury krwinek czerwonych ma istotny wpływ na pomiar lepkości krwi oraz przepływu krwi przy niskiej prędkości ścinania.
stanowią: kształt i odkształcalność erytrocytów oraz właściwości błony komórkowej. Przy
hiperfibrynogenemii wzrasta agregacja erytrocytów, lepkość osocza i opór mikronaczyniowy.
Laserowo-optyczny rotacyjny analizator krwinek czerwonych służy do badań odkształcalności
oraz agregacji erytrocytów. Łączy techniki sylektometrii z ektacytometrią. Tworzenie się
trójwymiarowej struktury krwinek czerwonych ma istotny wpływ na pomiar lepkości krwi oraz
na przepływu krwi przy niskiej prędkości ścinania.
REFERENCJE (69)
1.
Cho Y.I., Cho D.J. Hemorheology and microvascular disorders. Korean Circ. J. 2011; 41(6): 287–295, doi: 10.4070/kcj.2011.41.6.287.
2.
Gazurek D., Kępińska M., Kulis A., Koszela A. The effects of a single bout of submaximal exercise on rheological properties of the blood in children with type 1 diabetes mellitus. Clin. Diabetol. 2017; 6(2): 65–69, doi: 10.5603/DK.2017.0011.
3.
Marchewka A., Filar-Mierzwa K., Teległów A. Rheological blood properties versus physical exertion in the process of aging. Med. Rehab. 2009; 13(1): 19–22.
4.
Antonova N. Methods in blood rheology – from theoretical and experimental approach to clinical applications. Series on Biomechanics 2012; 27(1–2): 44–50.
5.
Mandal M. Rheology of blood: biophysical significance, measurement, pathophysiology and pharmacologic therapy. WJPPS 2016; 5(6): 2165–2184, doi: 10.20959/wjpps20166-6985.
6.
Kępińska M., Szyguła Z., Dąbrowski Z., Szarek M. Factors affecting changes in rheological properties of blood – literature review. Diagn. Lab. 2017; 53(4): 247–250, doi: 10.5604/01.3001.0013.7992.
7.
Kowal P., Marcinkowska-Gapińska A. Hemorheology of chosen clinical status. Neuroskop 2010; 12: 53–56.
8.
Rodrigues T., Mota R., Gales L., Campo-Deaño L. Understanding the complex rheology of human blood plasma. J. Rheol. 2022; 66(4): 761–774, doi: 10.1122/8.0000442.
9.
Chen G., Zhao L., Liu Y., Liao F., Han D., Zhou H. Regulation of blood viscosity in disease prevention and treatment. Chin. Sci. Bull. 2012; 57: 1946–1952, doi: 10.1007/s11434-012-5165-4.
10.
Li X., Peng Z., Lei H., Dao M., Karniadakis G.E. Probing red blood cell mechanics, rheology and dynamics with a two-component multi-scale model. Philos. Trans. A Math. Phys. Eng. Sci. 2014; 372(2021): 20130389, doi: 10.1098/rsta.2013.0389.
11.
Libionka A., Figiel W., Maga P., Gackowski A., Rostoff P., Paradowski A. et al. Blood viscosity in cardiac syndrome X and other cardiovascular disorders. Folia Cardiol. 2005; 12(7): 465–470.
12.
Teległów A., Ptaszek B., Marchewka J., Pawlus J., Głodzik J., Hawajska M. Impact of systemic cryotherapy on the rheological properties of the blood in healthy young males. J. Kinesiol. Exerc. Sci. 2014; 68(24): 39–46, doi: 10.5604/17310652.1161661.
13.
Rosenfeld L.G., Malta D.C., Szwarcwald C.L., Bacal N.S., Cuder M.A.M., Pereira C.A. et al. Reference values for blood count laboratory tests in the Brazilian adult population, National Health Survey. Rev. Bras. Epidemiol. 2019; 22(Suppl 2): E190003.SUPL.2, doi: 10.1590/1980-549720190003.supl.2.
14.
Ju M., Ye S.S., Low H.T., Zhang J., Cabrales P., Leo H.L. et al. Effect of deformability difference between two erythrocytes on their aggregation. Phys. Biol. 2013; 10(3): 036001, doi: 10.1088/1478-3975/10/3/036001.
15.
de Back D.Z., Kostova E.B., van Kraaij M., van den Berg T.K., van Bruggen R. Of macrophages and red blood cells; a complex love story. Front. Physiol. 2014; 5: 9, doi: 10.3389/fphys.2014.00009.
16.
Klei T.R.L., Dalimot J., Nota B., Veldthuis M., Mul F.P.J., Rademakers T. et al. Hemolysis in the spleen drives erythrocyte turnover. Blood 2020; 136(14): 1579–1589, doi: 10.1182/blood.2020005351.
17.
Yaylali Y.T., Kilic-Toprak E., Ozdemir Y., Senol H., Bor-Kucukatay M. Impaired blood rheology in pulmonary arterial hypertension. Heart Lung Circ. 2019; 28(7): 1067–1073, doi: 10.1016/j.hlc.2018.07.014.
18.
Song S.H., Kim J.H., Lee J.H., Yun Y.M., Choi D.H., Kim H.Y. Elevated blood viscosity is associated with cerebral small vessel disease in patients with acute ischemic stroke. BMC Neurol. 2017; 17(1): 20, doi: 10.1186/s12883-017-0808-3.
19.
Geislinger T.M., Franke T. Hydrodynamic lift of vesicles and red blood cells in flow – from Fåhræus & Lindqvist to microfluidic cell sorting. Adv. Colloid Interface Sci. 2014; 208: 161–176, doi: 10.1016/j.cis.2014.03.002.
20.
Rajzer M., Palka I., Kawecka-Jaszcz K. The role of the blood viscosity in the pathogenesis of the arterial hypertension. Arterial Hypertens. 2007; 11(1): 1–11.
21.
Irace C., Casciaro F., Scavelli F.B., Oliverio R., Cutruzzolà A., Cortese C. et al. Empagliflozin influences blood viscosity and wall shear stress in subjects with type 2 diabetes mellitus compared with incretin-based therapy. Cardiovasc. Diabetol. 2018; 17(1): 52, doi: 10.1186/s12933-018-0695-y.
22.
Nader E., Skinner S., Romana M., Fort R., Lemonne N., Guillot N. et al. Blood rheology: key parameters, impact on blood flow, role in sickle cell disease and effects of exercise. Front. Physiol. 2019; 10: 1329, doi: 10.3389/fphys.2019.01329.
23.
Wasilewski J., Poloński L. Importance of fibrinogen and the rheological properties of blood in atherosclerosis and coronary artery disease. Chor. Serca Naczyń 2010; 7(2): 62–71.
24.
Deng Y., Papageorgiou D.P., Li X., Perakakis N., Mantzoros C.S., Dao M. et al. Quantifying fibrinogen-dependent aggregation of red blood cells in type 2 diabetes mellitus. Biophys. J. 2020; 119(5): 900–912, doi: 10.1016/j.bpj.2020.07.026.
25.
Wu Y.F., Hsu P.S., Tsai C.S., Pan P.C., Chen Y.L. Significantly increased low shear rate viscosity, blood elastic modulus, and RBC aggregation in adults following cardiac surgery. Sci. Rep. 2018; 8(1): 7173, doi: 10.1038/s41598-018-25317-8.
26.
Tripette J., Nguyen L.C., Allard L., Robillard P., Soulez G., Cloutier G. In vivo venous assessment of red blood cell aggregate sizes in diabetic patients with a quantitative cellular ultrasound imaging method: proof of concept. PLoS One 2015; 10(4): e0124712, doi: 10.1371/journal.pone.0124712.
27.
Ozcan Cetin E.H., Könte H.C., Temizhan A. Blood viscosity should not be overlooked when evaluating the fibrinogen to albumin ratio. Angiology 2019; 70(5): 465–466, doi: 10.1177/0003319718822244.
28.
Peters S.A., Woodward M., Rumley A., Tunstall-Pedoe H.D., Lowe G.D. Plasma and blood viscosity in the prediction of cardiovascular disease and mortality in the Scottish Heart Health Extended Cohort Study. Eur. J. Prev. Cardiol. 2017; 24(2): 161–167, doi: 10.1177/2047487316672004.
29.
Wasilewski J., Turczyński B., Słowińska L., Kowalik V., Osadnik T., Poloński L. Haemorheological factors and myocardial reperfusion in patients with ST-elevation myocardial infarction undergoing primary coronary intervention. Kardiol. Pol. 2007; 65(7): 778–785.
30.
Tian D., Meng J. Exercise for prevention and relief of cardiovascular disease: prognoses, mechanisms, and approaches. Oxid. Med. Cell. Longev. 2019; 2019: 3756750, doi: 10.1155/2019/3756750.
31.
Wang C., Li G., Liang X., Qin C., Luo Q., Song R. et al. Predictive value of fibrinogen-to-albumin ratio for post-contrast acute kidney injury in patients undergoing elective percutaneous coronary intervention. Med. Sci. Monit. 2020; 26: e924498, doi: 10.12659/MSM.924498.
32.
Asaadi V., Azizbeigi K., Khosravi N., Haghnazari N. The effect of exercise training on fibrinogen and viscosity of plasma: comparing endurance continuous, circuit resistance and high intensity interval trainings in young obese men. J. Clin. Res. Paramed. Sci. 2019; 8(2): e97880, doi: 10.5812/jcrps.97880.
33.
Caimi G., Hopps E., Montana M., Andolina G., Urso C., Canino B. et al. Analysis of the blood viscosity behavior in the Sicilian study on juvenile myocardial infarction. Clin. Appl. Thromb. Hemost. 2018; 24(8): 1276–1281, doi: 10.1177/1076029618775511.
34.
Destiana D., Timan I.S. The relationship between hypercholesterolemia as a risk factor for stroke and blood viscosity measured using Digital Microcapillary®. J. Phys.: Conf. Ser. 2018; 1073(4): 042045, doi: 10.1088/1742-6596/1073/4/042045.
35.
Rosenson R.S., Lee M.L., Chen Q. Association of total VLDL particle concentrations with elevated blood viscosity in patients with type 2 diabetes. Diabetes Res. Clin. Pract. 2022; 183: 109180, doi: 10.1016/j.diabres.2021.109180.
36.
Sartini C., Barry S.J., Whincup P.H., Wannamethee S.G., Lowe G.D., Jefferis B.J. et al. Relationship between outdoor temperature and cardiovascular disease risk factors in older people. Eur. J. Prev. Cardiol. 2017; 24(4): 349–356, doi: 10.1177/2047487316682119.
37.
Filar-Mierzwa K., Marchewka A., Dąbrowski Z., Bac A., Marchewka J. Effects of dance movement therapy on the rheological properties of blood in elderly women. Clin. Hemorheol. Microcirc. 2019; 72(2): 211–219, doi: 10.3233/CH-180470.
38.
Mury P., Faes C., Millon A., Mura M., Renoux C., Skinner S. et al. Higher daily physical activity level is associated with lower RBC aggregation in carotid artery disease patients at high risk of stroke. Front. Physiol. 2017; 8: 1043, doi: 10.3389/fphys.2017.01043.
39.
Chmielewska K., Ptaszek B., Teległów A. The influence of sprint training on changes in the morphological and rheological properties of the blood. J. Kinesiol. Exerc. Sci. 2017; 27(80): 11–19, doi: 10.5604/01.3001.0012.2309.
40.
Martin C., Pialoux V., Faes C., Charrin E., Skinner S., Connes P. Does physical activity increase or decrease the risk of sickle cell disease complications? Br. J. Sports Med. 2018; 52(4); 214–218, doi: 10.1136/bjsports-2015-095317.
41.
Soltani M., Aghaei Bahmanbeglou N., Ahmadizad S. High-intensity interval training irrespective of its intensity improves markers of blood fluidity in hypertensive patients. Clin. Exp. Hypertens. 2020; 42(4): 309–314, doi: 10.1080/10641963.2019.1649687.
42.
Petrova E.V., Brecht H.P., Motamedi M., Oraevsky A.A., Ermilov S.A. In vivo optoacoustic temperature imaging for image-guided cryotherapy of prostate cancer. Phys. Med. Biol. 2018; 63(6): 064002, doi: 10.1088/1361-6560/aab241.
43.
Ptaszek B., Teległów A., Adamiak J., Głodzik J., Podsiadło S., Mucha D. et al. Effect of whole-body cryotherapy on morphological, rheological and biochemical indices of blood in people with multiple sclerosis. J. Clin. Med. 2021; 10(13): 2833, doi: 10.3390/jcm10132833.
44.
Naghedi-Baghdar H., Nazari S.M., Taghipour A., Nematy M., Shokri S., Mehri M.R. et al. Effect of diet on blood viscosity in healthy humans: a systematic review. Electron. Physician 2018; 10(3): 6563–6570, doi: 10.19082/6563.
45.
Sloop G.D., Weidman J.J., St Cyr J.A. Perspective: interesterified triglycerides, the recent increase in deaths from heart disease, and elevated blood viscosity. Ther. Adv. Cardiovasc. Dis. 2018; 12(1): 23–28, doi: 10.1177/1753944717745507.
46.
Dhas Y., Banerjee J., Mishra N. Blood viscosity, glycemic markers and blood pressure: a study in middle-aged normotensive and hypertensive type 2 diabetics. Indian J. Clin. Biochem. 2020; 35(1): 102–108, doi: 10.1007/s12291-018-0798-y.
47.
Minato S., Takenouchi A., Uchida J., Tsuboi A., Kurata M., Fukuo K. et al. Association of whole blood viscosity with metabolic syndrome in type 2 diabetic patients: independent association with post-breakfast triglyceridemia. J. Clin. Med. Res. 2017; 9(4): 332–338, doi: 10.14740/jocmr2885w.
48.
Dogan A., Oylumlu M. Increased monocyte-to-HDL cholesterol ratio is related to cardiac syndrome X. Acta Cardiol. 2017; 72(5): 516–521, doi: 10.1080/00015385.2017.1299521.
49.
Kilic-Toprak E., Yaylali O., Yaylali Y.T., Ozdemir Y., Yuksel D., Senol H. et al. Hemorheological dysfunction in cardiac syndrome X. Acta Cardiol. 2018; 73(3): 257-265, doi: 10.1080/00015385.2017.1373967.
50.
Schiapaccassa A., Maranhão P.A., de Souza M.D.G.C., Panazzolo D.G., Nogueira Neto J.F., Bouskela E. et al. 30-days effects of vildagliptin on vascular function, plasma viscosity, inflammation, oxidative stress, and intestinal peptides on drug-naïve women with diabetes and obesity: a randomized head-to-head metformin-controlled study. Diabetol. Metab. Syndr. 2019; 11: 70, doi: 10.1186/s13098-019-0466-2.
51.
Biesiada G., Krzemień J., Czepiel J., Teległów A., Dąbrowski Z., Spodaryk K. et al. Rheological properties of erythrocytes in patients suffering from erysipelas. Examination with LORCA device. Clin. Hemorheol. Microcirc. 2006; 34(3): 383–390.
52.
Czaja B., Gutierrez M., Závodszky G., de Kanter D., Hoekstra A., Eniola-Adefeso O. The influence of red blood cell deformability on hematocrit profiles and platelet margination. PLoS Comput. Biol. 2020; 16(3): e1007716, doi: 10.1371/journal.pcbi.1007716.
53.
Semenov A.N., Lugovtsov A.E., Shirshin E.A., Yakimov B.P., Ermolinskiy P.B., Bikmulina P.Y. et al. Assessment of fibrinogen macromolecules interaction with red blood cells membrane by means of laser aggregometry, flow cytometry, and optical tweezers combined with microfluidics. Biomolecules 2020; 10(10): 1448, doi: 10.3390/biom10101448.
54.
Shin S., Ku Y., Park M.S., Suh J.S. Deformability of red blood cells: A determinant of blood viscosity. Journal of mechanical science and technology. J. Mech. Sci. Technol. 2005; 19(1): 216–223, doi: 10.1007/BF02916121.
55.
Semenov A., Lugovtsov A., Ermolinskiy P., Lee K., Priezzhev A. Problems of red blood cell aggregation and deformation assessed by laser tweezers, diffuse light scattering and laser diffractometry. Photonics 2022; 9(4): 238, doi: 10.3390/photonics9040238.
56.
Marcinkowska-Gapińska A., Peryt-Stawiarska S., Kowal P., Niśkiewicz I. Application of computational fluid dynamics to modeling of blood flow in neurology. Neuroskop 2011; 13: 120–123.
57.
Wasilewski J., Mirota K., Peryt-Stawiarska S., Nowakowski A., Poloński L., Zembala M. An introduction to computational fluid dynamics based on numerical simulation of pulsatile flow in the left coronary artery. Pol. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2012; 9(3): 366–374, doi: 10.5114/kitp.2012.30851.
58.
Gwoździński K., Pieniążek A., Czepas J., Brzeszczyńska J., Jegier A., Pawlicki L. Cardiac rehabilitation improves the blood plasma properties of cardiac patients. Exp. Biol. Med. 2016; 241(17): 1997–2006, doi: 10.1177/1535370216658143.
59.
Szyller-Tracz M., Żakowska I., Jóźwik K. Measurements of fluidity and microviscosity of morphotic elements of patients with an artificial heart valve. Eng. Biomater. 2004; 7(35–36): 56–61.
60.
Desouky O.S. Rheological and electrical behavior of erythrocytes in patients with diabetes mellitus. Romanian J. Biophys. 2009; 19(4): 239–250.
61.
Jaroszyński W., Kwiatkowski B., Boguś P. Influence of hematocrit on rate and kinetics of human erythrocytes aggregation: dielectric spectroscopy method researches. Ann. Acad. Med. Gedan. 2010; 40: 19–31.
62.
Parrow N.L., Violet P.C., Tu H., Nichols J., Pittman C.A., Fitzhugh C. et al. Measuring deformability and red cell heterogeneity in blood by ektacytometry. J. Vis. Exp. 2018; 131: 56910, doi: 10.3791/56910.
63.
Słowińska L., Monkos K. Clinical applications of the Laser-assisted Optical Rotational Cell Analyser LORCA. Ann. Acad. Med. Siles. 2010; 64(3–4): 42–47.
64.
Ptaszek B., Teległów A., Marchewka J. Impact of systemic cryotherapy on the rheological properties of the blood in women with rheumatoid arthritis. Med. Rehabil. 2017; 21(2): 4–9, doi: 10.5604/01.3001.0010.4815.
65.
Kuznetsova P.I., Raskurazhev A.A., Shabalina A.A., Melikhyan A.L., Subortseva I.N., Tanashyan M.M. Red blood cell morphodynamics in patients with polycythemia vera and stroke. Int. J. Mol. Sci. 2022; 23(4): 2247, doi: 10.3390/ijms23042247.
66.
Bowers A.S.A., Duncan W.W., Pepple D.J. Erythrocyte aggregation and blood viscosity is similar in homozygous sickle cell disease patients with and without leg ulcers. Int. J. Angiol. 2018; 27(1): 35–38, doi: 10.1055/s-0037-1608901.
67.
Lansink-Hartgring A.O., Hoffmann R., van den Bergh W., de Vries A. Changes in red blood cell properties and platelet function during extracorporeal membrane oxygenation. J. Clin. Med. 2020; 9(4): 1168, doi: 10.3390/jcm9041168.
68.
Fitzpatrick T., Simmonds M.J., McNamee A.P. Protocol for inspecting blood cell dynamics with a custom ektacytometer-rheometer apparatus. STAR Protoc. 2022; 3(2): 101279, doi: 10.1016/j.xpro.2022.101279.
69.
Gal R., Praksch D., Kenyeres P., Rabai M., Toth K., Halmosi R. et al. Hemorheological alterations in patients with heart failure with reduced ejection fraction treated by resveratrol. Cardiovasc. Ther. 2020; 2020: 7262474, doi: 10.1155/2020/7262474.
CYTOWANIA (1):
1.
The Efficacy of Extracorporeal Shockwave Therapy Compared with Compression Therapy in Healing Venous Leg Ulcers
Paweł T. Dolibog, Patrycja Dolibog, Beata Bergler-Czop, Sławomir Grzegorczyn, Daria Chmielewska
Journal of Clinical Medicine