Parazytoza przewodu pokarmowego rozpoznana w kolonoskopii jako przyczyna spadku masy ciała u 46-letniej kobiety z ujemnym wynikiem trzykrotnie wykonanego badania kału na obecność pasożytów
 
Więcej
Ukryj
1
Department of Internal Medicine, Angiology and Physical Medicine, Faculty of Medical Sciences in Zabrze, Medical University of Silesia, Katowice, Poland
 
 
Autor do korespondencji
Grzegorz K. Jakubiak   

Katedra i Oddział Kliniczny Chorób Wewnętrznych, Angiologii i Medycyny Fizykalnej, Wydział Nauk Medycznych w Zabrzu, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach, ul. Stefana Batorego 15, 41-902 Bytom
 
 
Ann. Acad. Med. Siles. 2023;77:268-272
 
SŁOWA KLUCZOWE
DZIEDZINY
STRESZCZENIE
Zarażenia pasożytnicze przewodu pokarmowego pozostają ważnym problemem zdrowotnym w skali globalnej. Aktualna sytuacja epidemiologiczna w Polsce nie jest znana, ponieważ większość chorób pasożytniczych, w tym wszystkie robaczyce, nie podlega obowiązkowi raportowania. Praktyka kliniczna pokazuje, że choroby o takiej etiologii bywają pomijane w procesie diagnostyki różnicowej. Ponadto powszechnie dostępne klasyczne badanie próbki kału w mikroskopie świetlnym jest badaniem o stosunkowo niskiej czułości. W pracy przedstawiono opis przypadku 46-letniej pacjentki, przyjętej do Kliniki w celu planowej diagnostyki z powodu spadku masy ciała, bez innych dolegliwości ze strony przewodu pokarmowego. W toku diagnostyki wykazano, że przyczyną spadku masy ciała była infestacja pasożytnicza przewodu pokarmowego robakami obłymi, co stwierdzono w kolonoskopii, natomiast trzykrotnie wykonane badanie kału nie wykazało obecności pasożytów w pobranym materiale. Przedstawiony opis przypadku pokazuje, że o chorobach pasożytniczych nadal należy pamiętać w praktyce klinicznej i uwzględniać je w procesie diagnostyki różnicowej. Ponadto potrzebne są prace nad poprawą czułości metod diagnostyki parazytologicznej. Konieczne są również badania dotyczące aktualnej sytuacji epidemiologicznej w Polsce w zakresie parazytoz przewodu pokarmowego.
 
REFERENCJE (20)
1.
Ranasinghe S., Aspinall S., Beynon A., Ash A., Lymbery A. Traditional medicinal plants in the treatment of gastrointestinal parasites in humans: A systematic review and meta-analysis of clinical and experimental evidence. Phytother. Res. 2023; 37(9): 3675–3687, doi: 10.1002/ptr.7895.
 
2.
Harhay M.O., Horton J., Olliaro P.L. Epidemiology and control of human gastrointestinal parasites in children. Expert. Rev. Anti Infect. Ther. 2010; 8(2): 219–234, doi: 10.1586/eri.09.119.
 
3.
Rymer W., Wroczyńska A. Choroby pasożytnicze przewodu pokarmowego. [In:] P. Gajewski et al. [eds.]. Interna Szczeklika 2022. Medycyna Praktyczna. Kraków 2022, pp. 1143–1145.
 
4.
Horton J. Human gastrointestinal helminth infections: are they now neglected diseases? Trends Parasitol. 2003; 19(11): 527–531, doi: 10.1016/j.pt.2003.09.007.
 
5.
Wammes L.J., Mpairwe H., Elliott A.M., Yazdanbakhsh M. Helminth therapy or elimination: epidemiological, immunological, and clinical considerations. Lancet Infect. Dis. 2014; 14(11): 1150–1162, doi: 10.1016/S1473-3099(14)70771-6.
 
6.
Maruszewska-Cheruiyot M., Donskow-Łysoniewska K., Doligalska M. Helminth therapy – local and systemic activity, on example of inflammatory bowel diseases and multiple sclerosis. [Article in Polish]. Postepy Hig. Med. Dosw. (online) 2019; 73: 645–653, doi: 10.5604/01.3001.0013.6092.
 
7.
Holland C., Sepidarkish M., Deslyper G., Abdollahi A., Valizadeh S., Mollalo A. et al. Global prevalence of Ascaris infection in humans (2010–2021): a systematic review and meta-analysis. Infect. Dis. Poverty 2022; 11(1): 113, doi: 10.1186/s40249-022-01038-z.
 
8.
El Achkar H., Ghandour L., Farran S., Araj G.F. Prevalence of intestinal parasites during pre- and post-COVID-19 pandemic at a tertiary care center in Lebanon. J. Infect. Dev. Ctries. 2023; 17(6): 826–831, doi: 10.3855/jidc.17495.
 
9.
Lanker K.C., Muhummed A.M., Cissé G., Zinsstag J., Hattendorf J., Yusuf R.B. et al. Prevalence and associated risk factors of intestinal parasitic infections among children in pastoralist and agro-pastoralist communities in the Adadle woreda of the Somali Regional State of Ethiopia. PLoS Negl. Trop. Dis. 2023; 17(7): e0011448, doi: 10.1371/journal.pntd.0011448.
 
10.
Gebru H., Deyissia N., Medhin G., Kloos H. The association of sanitation and hygiene practices with intestinal parasitic infections among under-14 children in rural Dire Dawa, Eastern Ethiopia: a community based cross-sectional study. Environ. Health Insights. 2023; 17: 11786302231180801, doi: 10.1177/11786302231180801.
 
11.
Wondimu H., Mihret M. Prevalence and associated factors of intestinal parasites among food handlers working in food service establishments in Northwest Ethiopia, 2022. J. Parasitol. Res. 2023; 2023: 3230139, doi: 10.1155/2023/3230139.
 
12.
Karim A., Zartashia B., Khwaja S., Akhter A., Raza A.A., Parveen S. Prevalence and risk factors associated with human Intestinal Parasitic Infections (IPIs) in rural and urban areas of Quetta, Pakistan. Braz. J. Biol. 2023; 84: e266898, doi: 10.1590/1519-6984.266898.
 
13.
Korzeniewski K. Parasitic diseases of the gastrointestinal tract in Poland. [Article in Polish]. Forum Med. Rodz. 2016; 10(1): 10–18.
 
14.
Tapia-Veloz E., Guillén M., Trelis M., Carpio-Arias T.V., Gozalbo M. Assessment of the health status of Spanish schoolchildren based on nutrimetry, lifestyle and intestinal parasites. Nutrients 2023; 15(12): 2801, doi: 10.3390/nu15122801.
 
15.
Soares F.A., Benitez A.D.N., Santos B.M.D., Loiola S.H.N., Rosa S.L., Nagata W.B. et al. A historical review of the techniques of recovery of parasites for their detection in human stools. Rev. Soc. Bras. Med. Trop. 2020; 53: e20190535, doi: 10.1590/0037-8682-0535-2019.
 
16.
Taniuchi M., Verweij J.J., Noor Z., Sobuz S.U., van Lieshout L., Petri W.A. Jr et al. High throughput multiplex PCR and probe-based detection with Luminex beads for seven intestinal parasites. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2011; 84(2): 332–337, doi: 10.4269/ajtmh.2011.10-0461.
 
17.
Phadungsil W., Pumpa S., Sirisabhabhorn K., Geadkaew-Krenc A., Grams R., Mungthin M. et al. Efficiency of the stool-PCR test targeting NADH dehydrogenase (Nad) subunits for detection of Opisthorchis viverrini eggs. J. Trop. Med. 2021; 2021: 3957545, doi: 10.1155/2021/3957545.
 
18.
Iamrod K., Chaidee A., Rucksaken R., Kopolrat K.Y., Worasith C., Wongphutorn P. et al. Development and efficacy of droplet digital PCR for detection of Strongyloides stercoralis in stool. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2021; 106(1): 312–319, doi: 10.4269/ajtmh.21-0729.
 
19.
Lee Y.J., Won E.J., Cho Y.C., Kim S.H., Shin M.G., Shin J.H. Utility of an automatic vision-based examination system (AVE-562) for the detection of Clonorchis sinensis eggs in stool. Ann. Lab. Med. 2021; 41(2): 221–224, doi: 10.3343/alm.2021.41.2.221.
 
20.
Couturier B.A., Jensen R., Arias N., Heffron M., Gubler E., Case K. et al. Clinical and analytical evaluation of a single-vial stool collection device with formalin-free fixative for improved processing and comprehensive detection of gastrointestinal parasites. J. Clin. Microbiol. 2015; 53(8): 2539–2548, doi: 10.1128/JCM.00838-15.
 
eISSN:1734-025X
Journals System - logo
Scroll to top