Zmiany w ekspresji genów kodujących białka związane z aktywnością kaspaz oraz białka z rodziny BCL-2 w komórkach RPTEC traktowanych amfoterycyną B i jej modyfikowanymi formami
 
Więcej
Ukryj
1
Katedra Biologii Molekularnej, Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej w Sosnowcu,Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach
 
2
Zakład Biologii Komórki, Instytut Biologii i Biochemii, Wydział Biologii i Biotechnologii, Uniwersytet Marii Curie-Skłodowskiej w Lublinie
 
 
Autor do korespondencji
Joanna Magdalena Gola   

Katedra i Zakład Biologii Molekularnej, Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej w Sosnowcu, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach, ul. Jedności 8, 41-200 Sosnowiec
 
 
Ann. Acad. Med. Siles. 2018;72:62-68
 
SŁOWA KLUCZOWE
DZIEDZINY
STRESZCZENIE
Wstęp:
Głównym ograniczeniem stosowania amfoterycyny B (AmB) – skutecznej w leczeniu grzybic układowych – jest jej wysoka toksyczność wobec komórek ludzkich. Mechanizm cytotoksyczności nie został wyjaśniony. Białka związane z aktywnością kaspaz oraz białka należące do rodziny BCL-2 uczestniczą w regulacji apoptozy, mogą być zatem zaangażowane w procesy odpowiedzialne za toksyczność leku. W pracy oceniono wpływ AmB na aktywność transkrypcyjną genów kodujących białka związane z aktywnością kaspaz oraz białka z rodziny BCL-2. Zbadano również wpływ modyfikowanych form AmB: AmB-Cu2+ (kompleks z jonami miedzi (II)) i AmB-ox (formy utlenione).

Materiał i metody:
Ludzkie komórki RPTECs (Human Renal Proximal Tubule Epithelial Cells) inkubowano z AmB, AmB-Cu2+ i AmB-ox. Całkowity RNA wyekstrahowano metodą fenolowo-chloroformową. Profil ekspresji genów wyznaczono techniką mikromacierzy oligonukleotydowych (HG-U133A 2.0, Affymetrix). Analiza obejmowała 67 ID genów związanych z aktywnością kaspaz i 32 ID geny kodujące białka z rodziny BCL-2, zaproponowane przez bazę Affymetrix.

Wyniki:
Analiza wykazała nadekspresję genów BCL-2 i BCL2L1 w komórkach traktowanych AmB-Cu2+, w porównaniu z kontrolą. Zarówno w komórkach traktowanych AmB, jak i AmB-Cu2+ geny różnicujące związane były z zapaleniem i mitofagią aktywowanymi w odpowiedzi na sygnały wewnątrzkomórkowe. W komórkach traktowanych AmB-ox geny z rodziny BCL-2 były wyciszone.

Wnioski:
Wyniki sugerują, że AmB i AmB-Cu2+ aktywują geny zaangażowane w regulację zapalenia i mitofagii aktywowanych sygnałami wewnątrzkomórkowymi, jednak nadekspresja genów BCL-2 i BCL2L1 może chronić komórki traktowane AmB-Cu2+ przed śmiercią. W komórkach traktowanych AmB-ox przeważa sygnał zewnątrzkomórkowy, co wskazuje na odrębny mechanizm cytotoksyczności tej formy antybiotyku.

REFERENCJE (37)
1.
Green D.R., Llambi F. Cell Death Signaling. Cold. Spring. Harb. Per-spect. Biol. 2015; 7(12): pii: a006080. doi: 10.1101/cshperspect.a006080.
 
2.
Li J., Yuan J. Caspases in apoptosis and beyond. Oncogene 2008; 27(48): 6194–6206.
 
3.
MacKenzie S.H., Schipper J.L., Clark A.C. The potential for caspases in drug Discovery. Curr. Opin. Drug. Discov. Devel. 2010; 13(5): 568–576.
 
4.
Lavrik I.N., Golks A., Krammer P.H. Caspases: pharmacological manipulationof cell death. J. Clin. Invest. 2005; 115(10): 2665–2672.
 
5.
Wallach D., Kang T.B., Dillon C.P., Green D.R. Programmed necrosis in inflammation: Toward identification of the effector molecules. Science 2016; 352(6281): aaf2154. doi: 10.1126/science.aaf2154.
 
6.
Hata A.N., Engelman J.A., Faber A.C. The BCL2 Family: Key Mediators of the Apoptotic Response to Targeted Anticancer Therapeutics. Cancer Discov. 2015; 5(5): 475–487. doi: 10.1158/2159-8290.CD-15-0011.
 
7.
Anilkumar U., Prehn J.H. Anti-apoptotic BCL-2 family proteins in acute neural injury. Front Cell Neurosci. 2014; 8: 281. doi: 10.3389/fncel.2014.00281. eCollection 2014.
 
8.
Azad M.A., Akter J., Rogers K.L., Nation R.L., Velkov T., Li J. Major pathways of polymyxin-induced apoptosis in rat kidney proximal tubular cells. Antimicrob. Agents Chemother. 2015; 59(4): 2136–2143. doi: 10.1128/AAC.04869-14.
 
9.
Dai C., Li J., Tang S., Li J., Xiao X. Colistin-induced nephrotoxicity in mice involves the mitochondrial, death receptor, and endoplasmic reticulum pathways. Antimicrob. Agents Chemother. 2014; 58(7): 4075–4085. doi: 10.1128/AAC.00070-14.
 
10.
Witoszyńska T., Kulik M., Buszman E., Trzcionka J. Amphotericin B binding to pigmented microscopic fungi Cladosporium cladosporioides. Ann. Acad. Med. Siles. 2012; 66(2): 34–38.
 
11.
Gola J., Skubis A., Sikora B., Kruszniewska-Rajs C., Adamska J., Mazurek U., Strzałka-Mrozik B., Czernel G., Gagoś M. Expression profiles of genes related to melatonin and oxidative stress in human renal proximal tubule cells treated with antibiotic amphotericin B and its modified forms. Turk J. Biol. 2015; 39: 856–864.
 
12.
Chudzik B., Koselski M., Czuryło A., Trębacz K., Gagoś M. A new look at the antibiotic amphotericin B effect on Candida albicans plasma membrane permeability and cell viability functions. Eur. Biophys. J. 2015; 44(1–2): 77–90.
 
13.
Gagoś M., Czernel G. Oxidized forms of polyene antibiotic amphotericin B. Chem. Phys. Lett. 2014; 598: 5–9.
 
14.
Gagoś M., Czernel G., Kamiński D.M., Kostro K. Spectroscopic studies of amphotericin B-Cu²+ complexes. Biometals 2011; 24(5): 915–922.
 
15.
Riley J.S., Malik A., Holohan C., Longley D.B. DED or alive: assembly and regulation of the death effector domain complexes. Cell. Death Dis. 2015; 6: e1866; doi:10.1038/cddis.2015.213.
 
16.
Hutt K.J. The role of BH3-only proteins in apoptosis within the ovary. Reproduction 2015; 149(2): R81–R89.
 
17.
Belenky P., Camacho D., Collins J.J. Fungicidal Drugs Induce a Common Oxidative–Damage Cellular Death Pathway. Cell Rep. 2013; 3(2): 350–358. doi:10.1016/j.celrep.2012.12.021.
 
18.
França F.D., Ferreira A.F., Lara R.C., Rossoni J.V. Jr, Costa D.C., Moraes K.C., Tagliati C.A., Chaves M.M. Alteration in cellular viability, pro-inflammatory cytokines and nitric oxide production in nephrotoxicity generation by Amphotericin B: involvement of PKA pathway signaling. J. Appl. Toxicol. 2014; 34(12): 1285–1292. doi: 10.1002/jat.2927.
 
19.
Ogura S., Shimosawa T. Oxidative Stress and Organ Damages. Curr. Hypertens. Rep. 2014; 16(8): 452. doi: 10.1007/s11906-014-0452-x.
 
20.
Chrominski K., Tkacz M. Comparison of High-Level Microarray Analysis Methods in the Context of Result Consistency. PLoS One 2015; 10(6): e0128845. doi:10.1371/journal.pone.0128845.
 
21.
Noble W.S. How does multiple testing correction work? Nat. Biotechnol. 2009; 27(12): 1135–1137. doi:10.1038/nbt1209-1135.
 
22.
Scudiero I., Zotti T., Ferravante A., Vessichelli M., Vito P., Stilo R. Alternative splicing of CARMA2/CARD14 transcripts generates protein variants with differential effect on NF-κB activation and endoplasmic reticulum stress-induced cell death. J. Cell. Physiol. 2011; 226(12): 3121–3131. doi: 10.1002/jcp.22667.
 
23.
Liu K., Shi Y., Guo X., Wang S., Ouyang Y., Hao M., Liu D., Qiao L., Li N., Zheng J., Chen D. CHOP mediates ASPP2-induced autophagic apoptosis in hepatoma cells by releasing Beclin-1 from Bcl-2 and inducing nuclear translocation of Bcl-2. Cell. Death. Dis. 2014; 5: e1323. doi: 10.1038/cd-dis.2014.276.
 
24.
Chourasia A.H., Boland M.L., Macleod K.F. Mitophagy and cancer. Cancer Metab. 2015; 3: 4. doi: 10.1186/s40170-015-0130-8.
 
25.
de Zoete M.R., Palm N.W., Zhu S., Flavell R.A. Inflammasomes. Cold. Spring. Harb. Perspect. Biol. 2014; 6(12): a016287. doi: 10.1101/cshper-spect.a016287.
 
26.
Bian Z., Elner S.G, Khanna H, Murga-Zamalloa C.A., Patil S., Elner V.M. Expression and Functional Roles of Caspase-5 in Inflammatory Responses of Human Retinal Pigment Epithelial Cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011; 52(12): 8646–8656. doi: 10.1167/iovs.11-7570.
 
27.
Afonina I.S., Elton L., Carpentier I., Beyaert R. MALT1-a universal soldier: multiple strategies to ensure NF-κB activation and target gene expression. FEBS J. 2015; 282(17): 3286–3297. doi: 10.1111/febs.13325.
 
28.
Afonina I.S., Van Nuffel E., Baudelet G., Driege Y., Kreike M., Staal J., Beyaert R. The paracaspase MALT1 mediates CARD14-induced signaling in keratinocytes. EMBO Rep. 2016; 17(6): 914–927. doi: 10.15252/embr.201642109.
 
29.
Chai L.Y., Netea M.G., Tai B.C., Khin L.W., Vonk A.G., Teo B.W., Schlamm H.T., Herbrecht R., Donnelly J.P., Troke P.F., Kullberg B.J. An elevated pro-inflammatory cytokine response is linked to development of amphotericin B-induced nephrotoxicity. J. Antimicrob. Chemother. 2013; 68(7): 1655–1659. doi:10.1093/jac/dkt055.
 
30.
Kim B., Srivastava S.K., Kim S.H. Caspase-9 as a therapeutic target for treating cancer. Expert Opin. Ther. Targets. 2015; 19(1): 113–127. doi: 10.1517/14728222.2014.961425.
 
31.
Zhang Y., Johansson E., Miller M.L., Jänicke R.U., Ferguson D.J., Plas D., Meller J., Anderson M.W. Identification of a conserved anti-apoptotic protein that modulates the mitochondrial apoptosis pathway. PLoS One 2011; 6(9): e25284. doi: 10.1371/journal.pone.0025284.
 
32.
D'Osualdo A., Anania V.G., Yu K., Lill J.R., Kaufman R.J., Matsuzawa S., Reed J.C. Transcription Factor ATF4 Induces NLRP1 Inflammasome Expression during Endoplasmic Reticulum Stress. PLoS One 2015; 10(6): e0130635. doi: 10.1371/journal.pone.0130635. eCollection 2015.
 
33.
Man S.M., Kanneganti T.D. Regulation of inflammasome activation. Immunol. Rev. 2015; 265(1): 6–21. doi: 10.1111/imr.12296.
 
34.
Bruey J.M., Bruey-Sedano N., Luciano F., Zhai D., Balpai R., Xu C., Kress C.L., Bailly-Maitre B., Li X., Osterman A., Matsuzawa S., Terskikh A.V., Faustin B., Reed J.C. Bcl-2 and Bcl-XL regulate proinflammatory caspase-1 activation by interaction with NALP1. Cell. 2007; 129(1): 45–56.
 
35.
Deegan S., Saveljeva S., Logue S.E., Pakos-Zebrucka K., Gupta S., Vandenabeele P., Bertrand M.J., Samali A. Deficiency in the mitochondrial apoptotic pathway reveals the toxic potential of autophagy under ER stress conditions. Autophagy 2014; 10(11): 1921–1936. doi: 10.4161/15548627. 2014.981790.
 
36.
Masters S.L., Gerlic M., Metcalf D., Preston S., Pellegrini M., O'Donnell J.A., McArthur K., Baldwin T.M., Chevrier S., Nowell C.J., Cengia L.H., Henley K.J., Collinge J.E., Kastner D.L., Feigenbaum L., Hilton D.J., Alexander W.S., Kile B.T., Croker B.A. NLRP1 inflammasome activation induces pyroptosis of hematopoietic progenitor cells. Immunity 2012; 37(6): 1009–1023. doi: 10.1016/j.immuni.2012.08.027.
 
37.
Gehrke N., Garcia-Bardon D., Mann A., Schad A., Alt Y., Wörns M.A., Sprinzl M.F., Zimmermann T., Menke J., Engstler A.J., Bergheim I., He Y.W., Galle P.R., Schuchmann M., Schattenberg J.M. Acute organ failure following the loss of anti-apoptotic cellular FLICE-inhibitory protein involves activation of innate immune receptors. Cell. Death. Differ. 2015; 22(5): 826–837. doi: 10.1038/cdd.2014.178.
 
eISSN:1734-025X
Journals System - logo
Scroll to top