Spektroskopowe badanie białek
 
Więcej
Ukryj
1
Department of Medical Biophysics, Faculty of Medical Sciences in Katowice, Medical University of Silesia, Katowice, Poland
 
 
Autor do korespondencji
Klaudia Kierszniok   

Katedra i Zakład Biofizyki Lekarskiej, ul. Medyków 18, 40-752 Katowice
 
 
Ann. Acad. Med. Siles. 2024;78:324-329
 
SŁOWA KLUCZOWE
DZIEDZINY
STRESZCZENIE
Białka są związkami wielkocząsteczkowymi zbudowanymi z aminokwasów połączonych wiązaniami peptydowymi. Stanowią podstawowy składnik strukturalny wszystkich żywych organizmów. Ich różnorodność ma związek z budową, a co za tym idzie ze sposobem uszeregowania reszt aminokwasów w cząsteczce. Albumina stanowi około 60% białek osocza, jej kształt determinuje sekwencja tworzących ją aminokwasów. Podstawowym aminokwasem wchodzącym w skład albuminy jest cysteina oraz w mniejszych ilościach glicyna, metionina i jedna reszta tryptofanowa, dzięki której wykazuje właściwości fluorescencyjne. Do badań strukturalnych białek stosowanych jest wiele metod fizycznych. Najczęściej wybierane są metody spektroskopowe, opierające się na generacji widm powstałych wskutek oddziaływania promieniowania elektromagnetycznego z materią. Najpowszechniej stosowaną metodą spektroskopii jest spektroskopia optyczna, wykorzystująca promieniowanie elektromagnetyczne od podczerwieni po ultrafiolet. Praca stanowi przegląd metod spektroskopowych wykorzystywanych w badaniach strukturalnych białek. Stanowi także wstęp do dalszych badań, które mają na celu wykorzystanie jednej z metod spektroskopowych do badań nad zmianami strukturalnymi albuminy po ekspozycji na czynniki fizykochemiczne. Opisane metody spektroskopowe cechują się różną czułością, specyficznością oraz procedurami, jakie należy wykonać podczas przygotowania próbki do badania. W spektroskopowym badaniu białek, ze szczególnym uwzględnieniem zmian zachodzących w ich strukturze, na uwagę zasługuje metoda spektroskopii fluorescencyjnej. Metoda ta jest niezwykle czuła i precyzyjna. Jest najlepszym wyborem do badania zmian strukturalnych białek, jakie zachodzą pod wpływem działania czynników fizykochemicznych. Nowoczesna aparatura pozwala na badanie zmian zachodzących w strukturze białek na poziomie molekularnym. Uchwycenie tych zmian i powiązanie ich z funkcjami białek wzbogaca wiedzę dotyczącą prawidłowości funkcjonowania organizmu, a także podłoża niektórych chorób.
 
REFERENCJE (31)
1.
Delfi M., Sartorius R., Ashrafizadeh M., Sharifi E., Zhang Y., De Berardinis P. et al. Self-assembled peptide and protein nanostructures for anti-cancer therapy: Targeted delivery, stimuli-responsive devices and immunotherapy. Nano Today 2021; 38: 101119, doi: 10.1016/j.nantod.2021.101119.
 
2.
Khan T., Ghosh I. Modularity in protein structures: study on all-alpha proteins. J. Biomol. Struct. Dyn. 2015; 33(12): 2667–2681, doi: 10.1080/07391102.2014.1003969.
 
3.
Kianfar E. Protein nanoparticles in drug delivery: animal protein, plant proteins and protein cages, albumin nanoparticles. J. Nanobiotechnology 2021; 19(1): 159, doi: 10.1186/s12951-021-00896-3.
 
4.
Vincent J.L. , Russell J.A., Jacob M., Martin G., Guidet B., Wernerman J. et al. Albumin administration in the acutely ill: what is new and where next. Crit. Care 2014; 18(4): 231, doi: 10.1186/cc13991.
 
5.
Gburek J., Gołąb K., Juszczyńska K. Renal catabolism of albumin – current views and controversies. [Article in Polish]. Postepy Hig. Med. Dosw. 2011; 65: 668–677, doi: 10.5604/17322693.964329.
 
6.
Molitoris B.A., Sandoval R.M., Yadav S.P.S., Wagner M.C. Albumin uptake and processing by the proximal tubule: physiological, pathological, and therapeutic implications. Physiol. Rev. 2022; 102(4): 1625–1667, doi: 10.1152/physrev.00014.2021.
 
7.
Konopska B., Gołąb K., Juszczyńska K., Gburek J. Albumin-based nanosystems in medicine. [Article in Polish]. Postepy Hig. Med. Dosw. 2018; 72: 1004–1017, doi: 10.5604/01.3001.0012.7748.
 
8.
Yu Y.T., Liu J., Hu B., Wang R.L., Yang X.H. et al. Expert consensus on the use of human serum albumin in critically ill patients. Chin. Med. J. 2021; 134(14): 1639–1654, doi: 10.1097/CM9.0000000000001661.
 
9.
Ding B., Jasensky J., Li Y., Chen Z. Engineering and characterization of peptides and proteins at surfaces and interfaces: A case study in surface-sensitive vibrational spectroscopy. Acc. Chem. Res. 2016; 49(6): 1149–1157, doi: 10.1021/acs.accounts.6b00091.
 
10.
Zhang R., Liu S., Jin H., Luo Y., Zheng Z., Gao F. et al. Noninvasive electromagnetic wave sensing of glucose. Sensors (Basel) 2019; 19(5): 1151, doi: 10.3390/s19051151.
 
11.
Ozaki Y. Infrared Spectroscopy-mid-infrared, near-infrared, and far-infrared/terahertz spectroscopy. Anal. Sci. 2021; 37(9): 1193–1212, doi: 10.2116/analsci.20R008.
 
12.
Maiti K.S. Two-dimensional infrared spectroscopy reveals better insights of structure and dynamics of protein. Molecules 2021; 26(22): 6893, doi: 10.3390/molecules26226893.
 
13.
Clarke E.J., Lima C., Anderson J.R., Castanheira C., Beckett A., James V. et al. Anal. Methods 2022; 14(37): 3661–3670, doi: 10.1039/d2ay00779g.
 
14.
Santos M.C.D., Viana J.L.S., Monteiro J.D., Freire R.C.M., Freitas D.L.D., Câmara I.M. et al. Infrared spectroscopy (NIRS and ATR-FTIR) together with multivariate classification for non-destructive differentiation between female mosquitoes of Aedes aegypti recently infected with dengue vs. uninfected females. Acta Trop. 2022; 235: 106633, doi: 10.1016/j.actatropica.2022.106633.
 
15.
Kochan K., Bedolla D.E., Perez-Guaita D., Adegoke J.A., Chakkumpulakkal Puthan Veettil T., Martin M. et al. Infrared spectroscopy of blood. Appl. Spectrosc. 2021; 75(6): 611–646, doi: 10.1177/0003702820985856.
 
16.
Beć K.B., Grabska J., Huck C.W. Near-infrared spectroscopy in bio-applications. Molecules 2020; 25(12): 2948, doi: 10.3390/molecules25122948.
 
17.
Bulenger K., Biernacki B., Krasucka D.M., Szumiło J., Cuvelier B. Review of applications of near infrared spectroscopy in analysis of residual moisture in immunological veterinary medicinal products. [Article in Polish]. Wiad. Chem. 2016; 70(11–12): 747–759.
 
18.
Lin C.H., Chang Y.F. Comparison and characterization of pigments and dyes by Raman spectroscopy. Anal. Sci. 2022; 38(3): 483–495, doi: 10.2116/analsci.21SAR03.
 
19.
Rosenblatt R., Halámková L., Doty K.C., de Oliveira E.A.C. Jr., Lednev I.K. Raman spectroscopy for forensic bloodstain identification: Method validation vs. environmental interferences. Forensic Chem. 2019; 16: 100175, doi: 10.1016/j.forc.2019.100175.
 
20.
Butler H.J., Ashton L., Bird B., Cinque G., Curtis K., Dorney J. et al. Using Raman spectroscopy to characterize biological materials. Nat. Protoc. 2016; 11(4): 664–687, doi: 10.1038/nprot.2016.036.
 
21.
Nemecek D., Stepanek J., Thomas G.J. Jr. Raman spectroscopy of proteins and nucleoproteins. Curr. Protoc. Protein Sci. 2013; Chapter 17: Unit 17.8, doi: 10.1002/0471140864.ps1708s71.
 
22.
Chen J., Li J.Q., Li T., Liu H.G., Wang Y.Z. Application of UV-Vis and infrared spectroscopy on wild edible bolete mushrooms discrimination and evaluation: A review. Crit. Rev. Anal. Chem. 2023; 53(4): 852–868, doi: 10.1080/10408347.2021.1984870.
 
23.
Antosiewicz J.M., Shugar D. UV-Vis spectroscopy of tyrosine side-groups in studies of protein structure. Part 1: basic principles and properties of tyrosine chromophore. Biophys. Rev. 2016; 8(2): 151–161, doi: 10.1007/s12551-016-0198-6.
 
24.
Antosiewicz J.M., Shugar D. UV-Vis spectroscopy of tyrosine side-groups in studies of protein structure. Part 2: selected applications. Biophys. Rev. 2016; 8(2): 163–177, doi: 10.1007/s12551-016-0197-7.
 
25.
Stewart H.L., Birch D.J.S. Fluorescence guided surgery. Methods Appl. Fluoresc. 2021; 9(4), doi: 10.1088/2050-6120/ac1dbb.
 
26.
Munishkina L.A., Fink A.L. Fluorescence as a method to reveal structures and membrane-interactions of amyloidogenic proteins. Biochim. Biophys. Acta 2007; 1768(8): 1862–1885, doi: 10.1016/j.bbamem.2007.03.015.
 
27.
Bindels D.S., Haarbosch L., van Weeren L., Postma M., Wiese K.E., Mastop M. et al. mScarlet: a bright monomeric red fluorescent protein for cellular imaging. Nat. Methods 2017; 14(1): 53–56, doi: 10.1038/nmeth.4074.
 
28.
Kalyagin A., Antina L., Ksenofontov A., Antina E., Berezin M. et al. Solvent-dependent fluorescence properties of CH2-bis(BODIPY)s. Int. J. Mol. Sci. 2022; 23(22): 14402, doi: 10.3390/ijms232214402.
 
29.
Dreydoppel M., Balbach J., Weininger U. Monitoring protein unfolding transitions by NMR-spectroscopy. J. Biomol. NMR 2022; 76(1–2): 3–15, doi: 10.1007/s10858-021-00389-3.
 
30.
Agarwal V., Penzel S., Szekely K., Cadalbert R., Testori E., Oss A. et al. De novo 3D structure determination from sub-milligram protein samples by solid-state 100 kHz MAS NMR spectroscopy. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2014; 53(45): 12253–12256, doi: 10.1002/anie.201405730.
 
31.
Larsen M.T., Kuhlmann M., Hvam M.L., Howard K.A. Albumin-based drug delivery: harnessing nature to cure disease. Mol. Cell. Ther. 2016; 4: 3, doi: 10.1186/s40591-016-0048-8.
 
eISSN:1734-025X
Journals System - logo
Scroll to top